2.1 Obtención de celulosa

El procedimiento para la producción de CB (Figura 1) consistió en formular sustratos compuestos de suero de leche en polvo (SL), mucílago de cacao en polvo (MC) y sacarosa comercial (SA). Estos sustratos se mezclaron para obtener 10 medios de cultivo (Tabla 1), según el diseño experimental, Asimismo, las cantidades por mezclas fueron diseñadas bajo un enfoque exploratorio para evaluar la influencia individual y combinada sobre la producción de CB. Los componentes principales se emplearon para aportar carbono y representaron el 20 % del total de la formulación y variaron en proporciones: SA (10 - 15 %), MC (5 - 10 %) y SL (0 - 5 %), tomando como referencia a algunos autores (^{Jaramillo et al., 2013}; ^{Victoriano-Huerta et al., 2022}); mientras que los demás componentes, como el agua destilada (75 %) y el té negro (Camellia sinensis L.) (5 %) como fuente de nitrógeno, se mantuvieron constantes.

La formulación de los medios de cultivo se llevó a cabo con el objetivo de obtener 1 L de medio. Una vez disueltos, los sustratos fueron calentados a 20 °C y se mezclaron de manera homogénea. Posteriormente, se inoculó con la cepa de SCOBY (Kombucha Perú, s.f.) y su líquido de gobierno, ambos pesaban 120 g, a un pH de 3,5. El líquido de gobierno tiene la finalidad de contribuir a estabilizar el medio para facilitar la adaptación de la cepa.

La fermentación en un sistema estático fue llevada a cabo en depósitos cerrados de acero inoxidable AISI 304 de 30 × 20 × 9 cm. Posteriormente, las capas de CB fueron extraídas y lavadas con agua destilada a temperatura ambiente. Luego, fueron purificadas con una solución de NaOH 1N, a 60 °C, por 10 min, con el objetivo de eliminar fenoles, ácidos grasos, taninos y carotenos provenientes de los sustratos utilizados. Antes de secarlas, se realizó un proceso de aireado para eliminar el exceso de agua y, finalmente, se introdujo a un secador de bandejas tipo túnel horizontal con aire forzado a 85 °C y velocidad de aire de 3 m/s, hasta alcanzar un peso constante (^{Kim et al., 2021}).

La producción de CB producida en términos de concentración se calculó en función de la cantidad de la celulosa formada y volumen del medio utilizado. Estos valores se expresaron en g/L, utilizando la siguiente ecuación:

Donde ∆P es la cantidad de celulosa formada y Vm es la cantidad de sustrato utilizado para la síntesis (Uzca et al., 2021).

2.2 Obtención de cuero biológico

Se ensayaron tres técnicas para estabilizar a la CB obtenida de los tratamientos con mejores resultados (Figura 2). Estas técnicas incluyen el curtido mineral con sulfato de cromo (SC), el curtido sintético con tensotan GL-50 (T-GL) y el curtido vegetal con polvo de tara (PT). Se utilizó un diseño simplex centroide (DSC), con puntos axiales aumentados para estudiar el efecto de mezclas puras, binarias y ternarias (^{Sebestyén et al., 2019}). La mezcla de curtido se formuló con 90 % de agua potable y 10 % de las mezclas en diferentes niveles de SC (0 -10 %), T-GL (0 - 10 %) y PT (0 - 10 %). El proceso de curtido se llevó a cabo en un botal durante 24 h, con agitación mecánica intermitente de 5 rpm cada hora y a temperatura ambiente (20 °C).

Figura 1 Esquema de producción de celulosa bacteriana 

Posteriormente, se realizó el neutralizado con 1,5 % (p/p) de bicarbonato de sodio comercial para eliminar el ácido acético formado en la CB y los curtientes (SC, T-GL y PT) no fijados, los cuales podrían precipitar en las capas externas del material obtenido. En esta etapa, se reguló el pH a neutro, con el fin de disminuir la carga positiva y facilitar la penetración de los productos aniónicos durante la operación del engrase (Naisini y Balaraman 2020). Después del neutralizado, se procedió a eliminar las sales neutras formadas mediante un lavado con agua potable.

A continuación, el material fue escurrido y dejado a temperatura ambiente (20 °C) durante 24 h para reducir la turgencia celular de la red de fibras celulósicas (Bustillos et al., 2020). Posteriormente, se empleó un aceite sintético aniónico (Tensogras CXM) como agente de engrase, en una proporción del 5 % (p/p) (^{Teklay et al., 2017}), con el fin de evitar el endurecimiento del cuero biológico debido a la deshidratación. Finalmente, se secó a 60 °C por 6 h en un secador Toggling.

2.3 Caracterización de las muestras

El consumo de sustrato se cuantificó mediante el método DNS (ácido 3,5-dinitrosalicílico) adaptado de ^{Burgos (2020}). Para estimar la sacarosa inicial, se realizó una hidrólisis ácida controlada que permitió su conversión a glucosa y fructosa, azúcares reductores detectables por DNS. Durante el proceso fermentativo, la sacarosa se hidrolizó de manera natural por acción de la invertasa (β-fructofuranosidasa) producida por las levaduras del consorcio SCOBY, catalizando la ruptura del enlace glucosídico α-1,2. Los azúcares reductores resultantes, junto con los presentes en el mucílago de cacao (glucosa y fructosa) y en el suero de leche (glucosa y galactosa), fueron cuantificados para estimar el consumo total de carbohidratos disponibles. Los valores expresados en g/L corresponden a la concentración de CB en el medio al final de la fermentación, utilizada como indicador comparativo entre tratamientos. Se reconoce que, en el sentido técnico de los bioprocesos, el rendimiento se expresa como masa de CB producida por masa de sustrato consumido (g CB/g sustrato), el cual podría calcularse a partir de la concentración obtenida y del consumo de carbohidratos estimado por DNS.

Figura 2 Esquema de proceso de curtición de celulosa bacteriana 

Para estimar el contenido de celulosa, se utilizó el método modificado de Kurschner y Hoffer (Technical Association of the Pulp and Paper Industry [TAPPI], 1999)

Los ensayos físicos y mecánicos aplicados al cuero biológico fueron llevados a cabo siguiendo la norma ISO 3376 (UNE-EN, 2021), que contempla los métodos de prueba estándar para determinar las propiedades de resistencia a la tracción y porcentaje de alargamiento y ruptura en un compuesto de matriz polimérica. La superficie del biocuero obtenido fue observada con un microscopio electrónico de barrido de emisión de campo FE-SEM marca Thermo Scientific, modelo Quattro S., con una muestra de 1 × 1 cm, con una sección transversal promedio de 0,33 mm. Este equipo funciona con un voltaje de aceleración de 5 a 30 000 V y opera en modo de trabajo de bajo vacío (low vacuum) y alto vacío (high vacuum).

2.4 Análisis estadístico

Los análisis estadísticos fueron llevados a cabo por medio del software Minitab V.18 para examinar la concentración de CB. El análisis del primer diseño de mezclas fue ajustado a un modelo cuadrático para explicar la concentración de biomasa en función de las cantidades de sacarosa (SA), mucílago de cacao (MC), y suero de leche (SL). En la etapa de curtiembre, se evaluaron las mezclas de los curtientes (SC, TG-L, PT) y su efecto sobre la resistencia a la tracción (RT) y el porcentaje de elongación (PE). Para ambos casos, se sometieron los modelos de regresión lineal a un análisis de varianza (α = 0,05) con el objetivo de seleccionar el modelo más significativo (p < 0,05) y de mejor ajuste (R² > 0,85). Igualmente, se procedió a construir la superficie de respuesta para visualizar las condiciones ideales de los componentes para maximizar la producción de CB.

3.1 Obtención de celulosa bacteriana

En la Tabla 1, se muestra la cantidad de CB una vez purificada, donde el tratamiento T1 mostró la mayor concentración de CB, con 30,08 ± 0,15 g/L, seguido por los tratamientos T8 y T10, con valores de 24,09 ± 0,18 y 21,25 ± 0,51 g /L, respectivamente.

Estos resultados evidencian una interacción positiva y sinérgica entre SA y MC, junto con los niveles bajos de SL, favorecen la producción de CB.

Tabla 1 Composición de los medios de cultivo y concentración de CB 

Nota. (SA) sacarosa, (MC) mucílago de cacao, (SL) suero de leche, (*) valor promedio ± desviación estándar con tres réplicas

En comparación con la literatura, ^{Liu et al. (2024}) reportaron una concentración de hasta 20,6 g/L en fermentación estática con residuos ricos en azúcares y ácidos orgánicos, valor inferior al obtenido en el presente estudio. De igual forma, ^{Khanchezar et al. (2024}) alcanzaron 20,21 g/L en medios optimizados con licor de melaza y maíz, también por debajo de los resultados obtenidos en la investigación. También, otras fuentes agroindustriales como las evaluadas por ^{Płoska et al. (2023}) y ^{Souza et al. (2021}), reportaron cantidades significativamente inferiores, menores a 11,1 g/L.

Estos resultados sugieren que la combinación de SA y MC, suplementada con SL, puede constituir un sustrato adecuado para la producción de CB bajo condiciones de cultivo estático. Aunque la concentración de SA puede considerarse elevada, su empleo en esta etapa exploratoria es adecuada, ya que su rápida disponibilidad como fuente de carbono fácilmente metabolizable ayuda a establecer un valor comparativo frente a las demás fuentes empleadas.

Tal como describen ^{Carreño et al. (2012}), durante la fermentación, la sacarosa experimenta hidrólisis en el medio ácido, y forma fructosa, glucosa y etanol; bacterias acidófilas convierten luego la glucosa en ácido glucónico y la fructosa en ácido acético, mientras la celulosa sintasa polimeriza la glucosa para formar celulosa. Este complejo metabolismo se ve favorecido por la presencia de diferentes fuentes de carbono, incluyendo SA, MC y los nutrientes aportados por SL, lo que fortalece la biosíntesis del polímero.

En la Figura 3A, se muestra la biopelícula inicial del SCOBY en el momento de la inoculación. Para el octavo día (Figura 1B), se observó la formación de CB en estado de prepolímero, caracterizada por ser mecánicamente estable. Esta fase dio inicio al desarrollo de una matriz de fibras de celulosa con una disposición multicapa. Entre los días 10 y 12 (Figura 3C), las biopelículas, ya adaptadas a los medios de cultivo, comenzaron a estructurar el tejido celulósico de manera más definida. En las Figuras 3D y 3E, se evidencian películas que tuvieron un incremento progresivo del espesor, el cual varió entre 0,5 y 1,5 mm por día hasta alcanzar los 20 días de cultivo; estas mediciones se realizaron utilizando un calibrador Vernier. Finalmente, en la fase avanzada (Figura 3F), correspondiente al día 28, las películas de CB presentaron estructuras mecánicamente estables, tal como afirman algunos autores (Amorin et al., 2023; ^{Heydorn et al., 2023}; ^{Khiabani et al., 2024}). Finalmente, el espesor osciló entre 15 y 20 mm.

Figura 3 Celulosa bacteriana obtenida en cultivo estático. 1A y 1B) prepolimero; 1C) cultivo en adaptación; 1D) tejido en formación; 1E) celulosa engrosada; 1F) lámina de celulosa final 

Los resultados experimentales se ajustaron a diferentes modelos matemáticos con el objetivo de describir la cantidad de CB producida, en función de los sustratos, seleccionándose un modelo cúbico (Ecuación 2), debido a su significancia estadística (p = 0,0377) y mayor ajuste a los datos (R² = 93,11 %), este modelo incluye efectos lineales, interacciones binarias y una interacción cúbica entre la SA, MC y SL.

Este modelo incluye efectos lineales, interacciones binarias y una interacción cúbica entre los tres componentes. Los coeficientes positivos asociados a los términos individuales indican que cada componente, por separado, contribuye positivamente al aumento de la producción de CB. En contraste, los coeficientes negativos de las interacciones binarias (SA·MC, SA·SL y MC·SL) reflejan efectos antagónicos, donde la combinación de dos componentes sin la presencia del tercero genera una reducción de la producción. Por otro lado, el término cúbico SA⋅MC⋅SL tiene un coeficiente altamente positivo, lo cual evidencia una interacción sinérgica, es decir, un efecto potenciador cuando los tres componentes están presentes de forma conjunta (^{Montgomery, 2017}).

Este comportamiento es característico de los diseños de mezclas tipo simplex-centroide, donde los efectos combinados suelen ser más representativos que los efectos individuales, y por ello se recomienda el uso de modelos cuadráticos o cúbicos para capturar adecuadamente dichas interacciones (^{Ferreira et al., 2018}).

En este caso, la tendencia observada se refleja en la Figura 4, donde se muestra un diseño de mezclas representado en un diagrama ternario, en el que se evaluaron diez formulaciones experimentales. Cada vértice del triángulo corresponde a una concentración del 100% de uno de los tres componentes: sacarosa (SA), mucílago de cacao (MC) y suero de leche (SL). Las proporciones disminuyen linealmente a lo largo del eje opuesto a cada vértice, permitiendo visualizar la interacción entre los tres factores. El gradiente de colores representa los valores de producción de CB expresados en gramos por litro (g/L), de acuerdo con una escala cromática que va del verde (baja concentración) al rojo (alta concentración), pasan por tonalidades intermedias de amarillo y naranja. La concentración máxima observada fue de 30 g/L, localizada en la región correspondiente a una mayor proporción de SA (150 g) y una proporción intermedia de MC (50 g), lo que indica una sinergia favorable entre estas dos fuentes de carbono en la síntesis de CB por parte del consorcio microbiano. En contraste, las zonas dominadas por el SL o por mezclas con baja concentración de SA presentaron concentraciones significativamente menores (14-18 g/L), lo que indicaría una posible limitación de sustratos fácilmente metabolizables para la biosíntesis de celulosa. Esta distribución confirma que la SA desempeñó un rol crítico como fuente de carbono principal, mientras que el MC actuó como cosustrato funcional, y el SL ofreció un entorno nitrogenado y mineral de soporte con menor efecto sobre la concentración final.

Figura 4 Gráfico de contornos de mezcla de la concentración de celulosa bacteriana en función de las proporciones de los componentes (SA, MC, SL) 

El seguimiento de la variación en la producción de CB debido a cada uno de los componentes, como se muestra en la Figura 5, confirma que la SA tiene un papel fundamental en el proceso de fermentación y tiene un impacto positivo en la producción de CB. Según ^{Hornung et al. (2016}), durante la fermentación, las levaduras de este consorcio microbiano fermentan la sacarosa y la transforman en fructosa, glucosa y etanol. Además, las bacterias ácido-acéticas convierten la glucosa en ácido glucónico y la fructosa en ácido acético. ^{Chen y Liu (2000}) también explican que el etanol y el ácido acético tienen propiedades antimicrobianas contra bacterias patogénicas, lo que ayuda a proteger el SCOBY de la contaminación y, por lo tanto, influye positivamente en la concentración de CB.

Por otro lado, se observó que el MC y el SL presentaron un menor efecto sobre la producción de CB debido a que representarían fuentes de carbono más complejas, cuya disponibilidad para el microorganismo suele estar limitada por su estructura macromolecular. En este sentido, Hong y Qiu (2008) señalan que las fuentes de carbono complejas deben ser hidrolizadas, porque el aumento en la producción se atribuye al uso de glucosa como única fuente de carbono para el microorganismo que produce ácido glucónico. Otros factores asociados a la baja producción podrían ser factores como la viscosidad, según afirman ^{Bae y Shoda (2005}) quienes encontraron que el aumento de la viscosidad del medio de cultivo estático con licor de maíz suplementado con fructosa, al utilizar Acetobacter xylinum, resultó en una disminución en la producción de CB.

En la búsqueda de la mayor producción de biomasa, se determinó que las proporciones ideales que maximizan la concentración de CB son 150 g de SA, 50 g de MC y 0 g de SL. Estas proporciones garantizan que el medio de cultivo alcance una producción de CB superior a 30 g biomasa por litro de sustrato preparado.

Figura 5 Gráfica de rastreo de respuesta de Cox de la concentración de Celulosa Bacteriana (CB) en función de los componentes (SA, MC, SL) 

3.2 Calidad de la celulosa bacteriana

La calidad de la CB fue evaluada en el tratamiento T1, ya que presentó la mayor producción (Tabla 1), con un contenido de celulosa del 96 %. Es importante destacar que, a diferencia de otras fuentes, la CB no contiene lignina. Este resultado concuerda con la pureza del 98 % encontrada por Martínez et al. (2004), utilizando el mismo método. Algunos estudios han demostrado que las fuentes de celulosa derivadas de materias primas como el algodón, la madera, el bagazo y otros residuos como los foliares no son puros y suelen contener lignina (^{Jaramillo et al., 2013}; ^{Mendoza, 2020}). En este sentido, Martínez et al. (2004), explican que el mecanismo de síntesis de la CB confiere una pureza superior en comparación con cualquier fuente vegetal, que le otorga características de cristalización, alta resistencia a la presión, elasticidad y durabilidad. Algunos autores afirman que la CB producida a partir de residuos agroindustriales a menudo conserva propiedades comparables o superiores a las de los medios estándar, lo que respalda la viabilidad de la sustitución del sustrato (^{Amorim et al., 2023}; ^{Mardawati et al., 2023}).

Igualmente, ^{Krystynowicz y Bielecki (2002}) señalan que la CB tiene una alta capacidad de absorción agua y, debido a su menor diámetro de sus microfibrillas, presenta un área superficial mayor en comparación con las celulosas de otras fuentes. Estas propiedades son de gran interés industrial, además, la CB es metabólicamente inerte, no es tóxica y no provoca reacción alérgica al contacto. Por otro lado, según ^{Guinea (2016}), este compuesto tiene una buena estabilidad en soluciones básicas, pero es susceptible a la hidrólisis alcalina en condiciones extremas (NaOH 1 M, 170 °C), lo que podría causar la degradación de la celulosa; este aspecto requiere una investigación más detallada para comprender los efectos de forma práctica.

3.3 Ensayos físicos y mecánicos en el cuero biológico

Una vez realizada la curtición de las muestras obtenidas del cultivo, se hicieron los ensayos físicos y mecánicos de evaluación. La resistencia a la tracción (RT) y el porcentaje de elongación (PE), mostrados en la Tabla 2, varían en el rango de 13,20 ± 0,96 a 23,12 ± 0,74 N/mm² y 5,34 ± 0,78 a 17,22 ± 0,8 %, respectivamente. De acuerdo con la NTP 241.023:2014, los requisitos establecidos para el uso de cuero en el empeine de calzado son RT ≥ 10 N/mm² y PE ≥ 15 %. El biocuero del T6 presentó la RT más alta (23,12 ± 0,74 N/mm²) y corresponde a una mezcla del 5 % de T-GL y el 5 % de PT. Le siguieron las muestras de T4 y T7, con valores de RT de 20,46 ± 0,98 y 18,32 ± 0,45 N/mm², respectivamente. Esto indica que los niveles intermedios de T-GL y PT generan una mayor RT. Por lo tanto, la interacción entre estos componentes es positiva para la RT, dado que, individualmente, los componentes SC, T-GL y PT presentan una RT baja. Los tratamientos T1, T2, T3 generaron materiales con una RT baja, probablemente debido a que no corresponden a mezclas entre los componentes. En esa línea, ^{Tamilselvi et al. (2019}) destacan que no es suficiente conocer únicamente los valores de resistencia y deformación del material; también es importante considerar la aplicación de la fuerza al determinar la resistencia al desagarre. Este aspecto podría ser considerado para futuras aplicaciones del material obtenido en esta investigación.

Es relevante destacar que el biocuero de T4 presentó el mayor PE (17,22 ± 0,8 %), seguido por los productos de T2 y T7, con un 15,32 ± 0,34% y 14,26 ± 0,67%, respectivamente. Estos resultados evidencian que los niveles intermedios de SC y T-GL en las mezclas binarias generan un mayor PE, característica que sugiere una mejora en la flexibilidad y elasticidad del material, probablemente por una influencia combinada de estos componentes. Según ^{Wang et al. (2021}), la elasticidad es de interés industrial en los materiales, ya que les permite cambiar fácilmente de la forma plana a la tridimensional. Como señalan ^{Ariram y Madhan (2020}), la capacidad de estiramiento uniforme del cuero, sin el peligro de rotura del tejido interfibrilar, refleja comodidad en la producción de varios accesorios, como bolsos, prendas de vestir, tapicería y otros productos.

En contraste, respecto al polvo de tara (PT), se observa que el biocuero del tratamiento T3 presenta los valores más bajos de resistencia a la tracción (RT) y porcentaje de elongación (PE), con 13,20 ± 0,96 N/mm² y 5,34 ± 0,78 % respectivamente. Estos resultados podrían explicarse por problemas de fijación propios de los curtientes vegetales, tal como indican ^{Ding et al. (2022}), ya que los taninos presentes en el polvo de tara no se habrían unido de manera adecuada y estable al colágeno durante el proceso de curtido, debido a condiciones de pH, concentración del curtiente o curtido incompleto. Como consecuencia de la baja fijación, se ven disminuidas las propiedades mecánicas del biocuero, lo que reduce su resistencia a la tracción como su capacidad de elongación. Estudios previos indican que los taninos vegetales requieren puentes de fijación como sales de aluminio o polímeros catiónicos para estabilizar su unión con fibras proteicas o polisacáridos (Ding et al., 2022). Mientras que el sulfato de cromo (SC) genera enlaces covalentes con grupos hidroxilo de la CB, los taninos del polvo de tara (PT) actúan principalmente por interacciones electrostáticas débiles, lo que podría haber reducido su resistencia mecánica, tal como lo señalan ^{Sebestyén et al. (2019}).

Tabla 2 Resistencia a tracción y elongación según tratamientos 

Nota. (SC) sulfato de cromo; (T-GL) tensotan GL-50; (PT) polvo de tara; (RT) resistencia a la tracción; (PE) porcentaje de elongación.

3.4 Estructura morfológica en el cuero biológico

Para caracterizar la estructura morfológica del cuero biológico, se analizaron muestras provenientes de los tratamientos T1 y T3. Se eligió el tratamiento T1 debido a que tuvo un valor intermedio de resistencia a la tracción, en comparación con los demás tratamientos (^{Rastogi & Banerjee, 2020}). En el caso del biocuero resultante del tratamiento T3, fue seleccionado porque presentaba el valor más bajo, aunque en ambos casos, la resistencia a la tracción fue mayor a 10 N/mm², que es el valor mínimo aceptado por la norma técnica NTP 241.023, del Instituto Nacional de Calidad (INACAL, 2022).

La Figura 6 muestra imágenes obtenidas por SEM para las muestras de CB curtida con taninos de tara (T3) y con cromo (T1). En la Figura 4A, se observa una estructura con depósitos de partículas de tara (estructuras redondeadas) y agrietadas, sugiriendo posibles explicaciones para su fragilidad ante las pruebas físicas. Por otro lado, la Figura 4B (T1) muestra un alto grado de dispersión de fibras, donde las fibras de celulosa se entrelazan de forma aleatoria y adhesiva, y se aprecia un mayor grado de rugosidad en la superficie, en comparación con el cuero curtido con otro agente.

Para analizar el biocuero curtido con polvo de tara (PT) en la prueba, se utilizó un detector de bajo vacío (CBS; Circular Backscatter Detector), debido a la tendencia del material a degradarse con mucha facilidad durante la etapa de prueba. En contraste, el material curtido con SC no presentó problemas en la determinación, por lo que se optó por emplear un detector de alto vacío (ETD; Everhart-Thornley detector), facilitando la obtención de imágenes de mejor resolución. Este aspecto sugiere que, ante pruebas de estrés como la exposición a altas temperaturas, el material curtido con PT experimenta una degradación más acelerada en comparación con el material curtido con SC.

Como resultado de las pruebas, se encontró que el proceso de obtención del CB es relativamente simple. Sin embargo, la transformación de CB en biocuero a través del proceso de curtido presenta particularidades. Es importante destacar que el curtido con curtiente vegetal (PT) requiere de estudios adicionales, ya que el material muestra propiedades mecánicas relativamente frágiles en comparación con el curtido con SC.

Figura 6 Imagen SEM de biocueros curtidos, (A) material curtido con PT y (B) material curtido con SC 

Es necesario estudiar formas de estabilizar de manera más efectiva los materiales tipo biocuero obtenidos a partir de curtientes vegetales, posiblemente mediante la adición de fijadores como sales de aluminio o fijadores complementarios como proteínas hidrolizadas que promuevan enlaces cruzados adicionales. Esto se debe a que, durante el proceso de curtido, los taninos del PT no habrían adherido adecuadamente a la CB, lo que podría afectar la calidad y durabilidad del biocuero resultante.

Finalmente, la posibilidad de integrar los procesos de curtido de minerales y vegetales con la producción de CB podría conducir a nuevos materiales compuestos con funcionalidades mejoradas, que ofrecerían nuevas oportunidades comerciales en sectores como las alternativas al cuero convencional y los biomateriales avanzados (Infante -Neta et al., 2024; ^{Volova et al., 2021}). Las investigaciones sobre el uso combinado del curtido mineral y vegetal con la producción de BC aún son escasas, lo que limita la comprensión de cómo los procesos de curtido influyen en las propiedades de la CB y en las posibles aplicaciones industriales.