IDENTIFICACIÓN:

Revisión bibliográfica de la literatura en las bases de datos (Scimago Journal & Country Rank; Redalyc; Scielo; Science Direct; Pubemed-NCBI, Nature, Oxford Academic, Plos, Elsevier, Scopus) a partir de un protocolo de búsqueda exhaustivo. Se emplearon palabras clave como: ars operón, mer operón, chr operón, cad operón. Adicionalmente, se usaron operadores booleanos con las palabras clave como: ars operon AND mechanism, mer operon AND mechanism, cad mechanism OR expression, chr mechanism OR expression.

TAMIZACIÓN:

En esta etapa se aplicaron los criterios de inclusión: estudios dentro de revistas SJR de alto impacto, máximo 10 años de antigüedad, disponibles en el idioma inglés o español, con términos de búsqueda en el título o resumen y que contengan información referente a los determinantes de resistencia a metales pesados y sus mecanismos de acción.

ELECCIÓN:

Los criterios de exclusión correspondían a estudios que no contengan información relevante, se excluyeron investigaciones que no reporten información completa como: los genes que intervienen en el mecanismo de resistencia, aquellos que no especifiquen los productos de los genes implicados en la resistencia, información sin datos de los ensayos, aquellos que no muestren el efecto del metal sobre el crecimiento bacteriano.

INCLUSIÓN:

A los estudios seleccionados con las fases anteriores se les realizó la extracción de las siguientes variables: año y lugar de estudio, tipo de determinante genético, mecanismo de acción investigado y potencial biotecnológico y ambiental.

ANÁLISIS DE LA INFORMACIÓN:

En el análisis se realizó una síntesis cualitativa de la información.

DETERMINANTES DE RESISTENCIA AL ARSÉNICO Y SUS MECANISMOS

La organización de los operones ars varía entre las diferentes cepas bacterianas; sin embargo, existen genes centrales que siempre están presentes, un claro ejemplo es el operón arsRBC presente en Pseudomonas fluorescens MSP3, Staphylococcus aureus y Exiguobacterium antarcticum B7^1,2. Otro conjunto de genes presente en pocos genomas es el operón arsRDABC, este sistema se ha identificado en Acidiphilium multivorum AIU301 y en el plásmido R733 de Escherichia coli^3,4. En todos estos genomas se evidencia la presencia del gen arsR, no obstante, en Shewanella sp. O23s, arsR no se encuentra dentro del conjunto de genes ars, pero sigue regulando la expresión del operón⁵. El producto génico de arsR es un represor transcripcional que responde a As3+^6,7. En Rhodopseudomonas pa- lustris CGA009 cuando el As3+ está ausente, ArsR se une a la región operador/promotor del operón y, por lo tanto, reprime la transcripción de los genes aguas abajo. En contraste, cuando el As3+ está disponible, ArsR se une a él y pasa por cambios conformacionales, disociándose de la región operador/promotor^8,9.

El gen más frecuente en el entorno es arsC, su diversidad es producto de su funcionamiento en condiciones aeróbicas, anaeróbicas e incluso en amplios rangos de pH y temperatura, incluidos los extremos^10,11. En contraste, se ha encontrado que arsB y acr3 están ampliamente distribuidos en el genoma de bacterias resistentes al arsénico ¹². Por su parte, Li et al.¹³ identifican al gen acr3 como la principal bomba de salida de As3+ en la familia Burkholderiaceae. Asimis mo, Bacillus sp. PVR-YHB1-1 y 58 de 98 aislados de Campylobacter sp., portan el gen acr3^14,16. Por el contrario, el gen arsB ha sido identificado en Acidithiobacillus ferrooxidans AO1, Pseudomonas putida KT2440 y está presente en 76 de 98 aislados de Campylobacter sp. ^17,18,16.

Los productos génicos de los determinantes arsB y acr3, llevan a cabo el mecanismo de expulsión del As3+ de la célula. El sistema de eflujo de As3+ en C. glutamicum se basa en dos permeasas Acr3 que no usan ATP para la liberación del As3+; sin embargo, trabajan juntas con diferente eficiencia ⁹. Villadangos et al.¹⁹ mostraron que CgA- cr3-1 es un antiportador que cataliza el intercam bio de arsenito-protón con los residuos Cis129 y Glu305. Por el contrario, en Exiguobacterium sp., aislada de lagos andinos de altura de los Andes Sudamericanos, se ha identificado la bomba ArsB, la cual no contiene cisteínas conservadas y no hay tiolatos implicados en la translocación de As3+ ^2,19

Los genes arsA y arsD están presentes en el genoma de O. tritici SCII24T, A. multivorum AIU301 y en E. coli. En la cepa AIU301, se ha demostrado la función reguladora del gen arsD^15,18,4,20. Por otra parte, en Bacillus sp. PVR-YHB1-1 y CDB3, este par de genes siempre están juntos, porque presentan funciones interrelacionadas, es decir, el producto génico de arsD funciona como una metalochaperona, que transfiere arsénico al gen arsA y activa la bomba de salida de As3+ ^20,14,21,22.

Los operones ars confieren resistencia al arsénico inorgánico, pero también pueden acoplarse con otros genes ars para permitir la desintoxicación de los organoarsénicos ^23,4. Por otro lado, el gen arsM de R. palutris CGA009 permite la generación de compuestos metilados, en esta cepa, arsM se induce por As3+ ⁸. Firrincieli et al. ²⁴ han identificado el gen arsI en varias cepas de Rhodococcus sp., principalmente, en Rhodococcus aetherivorans BCP1 ²¹. La actividad de ArsI depende de Fe2+ y usa O2 para la ruptura del enlace, la unión de O2 a Fe2+ permite la transferencia de electrones, convirtiendo el O₂ en un anión superóxido (O2)-2 que ataca a los or ganoarsénicos y forma un intermedio alquilperoxo-Fe2+, rompiendo el enlace C-As (25).

El gen arsH está presente solamente en bacterias aeróbicas, como O. tritici SCII24T y A. fe- rrooxidans AO1 ^26,15,27. Por otro lado, Shen et al. ¹⁶ identifican el gen arsP en 54 aislados de Campylobacter jejuni, y evidencia la presencia de arsP en bacterias aeróbicas, no obstante, también está presente en bacterias anaeróbicas ²⁶. Chen et al. ²⁹ proponen un mecanismo llevado a cabo por ArsH: la reacción reductora consiste en la formación de un complejo FMN-NADPH oxidado seguido de una transferencia de hidruro de NADPH a FMN, generando FMNH2 y liberando NADP+. En la reacción oxidativa, una molécula organoarsénica se coloca cerca del FMNH2. La flavina reducida es oxidada por O₂, produciendo H₂O, seguido de la oxidación del arsénico trivalente.

DETERMINANTES DE RESISTENCIA AL MERCURIO Y SUS MECANISMOS

En Bacillus thuringiensis PW-05 aislado de la costa de Odisha, se ha identificado el determinante merRTPA, siendo el conjunto de genes más simples para la resistencia al Hg2+ ³⁰. El operón mer es regulado por el gen merR, sin embargo, en los Bacteroidetes aislados del Alto Ártico, no está presente este gen, sino arsR, en consecuencia, es posible que merR sea un desarrollo posterior en la evolución del operón mer, que remplaza a los genes reguladores arsR y genera sistemas mer más eficientes ³¹. La proteína MerR en ausencia de Hg2+, reprime la transcripción de los genes estructurales al capturar la ARN polimerasa en un estado inactivo cerrado. En presencia de Hg2+, MerR se une a una secuencia de ADN en las regiones -35 y -10 de su ADN promotor. Tras la unión de Hg2+, los cambios de conformación de MerR inducen un subenrollamiento del ADN promotor, facilitando la formación de un complejo abierto para iniciar la transcripción ³².

Los genes merP y merT se distribuyen por todo el árbol filogenético ³³. Por el contrario, Jan et al. ³⁴ identificaron que de 18 cepas aisladas de sitios contaminados de la India, 14 aislados portaban el gen merP y solo 12 cepas el gen merT. Principalmente, P. aeruginosa ARY1 y Klebsiella sp. ND3 portaban el gen merP y merT. Además, Klebsiella pneumonia ND6 portaba el gen merP, pero carecía de merT, por lo tanto, se evidencia que la función de merT es compensada por otro gen transportador. El gen merP codifica para la proteína MerP, que elimina el Hg2+ o el CH3Hg en el periplasma y lo transfiere a los diferentes transportadores ^35,36. En el transposon Tn501 de P. aeruginosa, el Hg2+ es secuestrado por el par de grupos tiol en MerP y posteriormente, transferido al par de grupos tiol ubicados en el primer dominio transmembrana de MerT. A continuación, el Hg2+ unido, se pasa a través de la membrana hasta el par de cisteínas en la cara citoplásmica de MerT ³⁷. Desde MerT, el Hg2+ pasa a MerA.

El gen merA es el determinante clave para la resistencia al Hg2+ y se encuentra omnimpresente en el entorno ^{(38, 39)}. Sin embargo, Boyd y Barkay ³³ establecen que el gen merA, no se encuentra en taxones y gremios microbianos completos y rara vez es identificado en anaerobios estrictos ³³. En contraste, la bacteria aeróbica P. pseudoalcaligenes carece de merA, por lo tanto, la resistencia al Hg2+ depende de una estrategia mediada por merT y merP⁴⁰. Lian et al. ⁴¹ proponen un mecanismo para el gen merA presente en el Tn 501 de P. aeruginosa: Cis11 y 14 están presentes en el dominio N-terminal de MerA; NmerA se une y entrega el Hg2+ al par de cisteínas C-terminal (Cis 558 y 559) ⁴². Después de que el Hg2+ se une a este par de cisteínas, la cola C-terminal cambia de conformación y mueve el complejo al interior de la proteína donde el Hg2+ se transfiere al par de cisteínas del sitio activo, Cis 136 y 141. El otro sustrato (NADPH), transfiere un hidruro a FAD, produciendo FADH₂ y NADP+ oxidado. Luego, FADH2 reduce el complejo Cis141-S-Hg2+-S- Cis136 para producir Hg0.

El gen merB del sistema de espectro ancho otorga la resistencia a los compuestos organomercuriales. Mindlin et al. ²⁸ identifican el gen merB en la cepa A. lwoffii ED23-35 aislada del permafrost. De modo similar, en el Tn 6294 de Bacillus sp. EOA1 aislada de Taiwan y Pseudomonas putida W619 aislada de un suelo contaminado con níquel está presente el gen merB^43,44. Boyd y Barkay ³³ han identificado que 42 cepas, principalmente, distribuidas entre los Bacteroidetes, Actinobacteria, Firmicutes y Proteobacterias portan el gen merB en su genoma. Paralelamente, se ha identificado la presencia del gen merB en las Gamma Proteobacterias aisladas del Alto Ártico ³¹. A partir de estos ejemplos, resulta evidente la distribución de merB en bacterias Gram negativas, sin embargo, se reporta que es más común en bacterias Gram positivas ⁴⁵.

El producto génico de merB del plásmido R831b presenta la Cis96, 159 y Asp 99 que son los residuos catalíticos conservados en las proteínas MerB. Guo et al. ⁴⁶ definen dos mecanismos llevados a cabo por merB. En el primero, el CH₃- Hg se une a uno de los dos residuos de cisteína del sitio activo (Cis96 o 159) ⁴⁷. La otra cisteína dona un protón al grupo saliente (CH₃-), generando la escisión del enlace y la formación de CH4. En el segundo mecanismo, el CH3-Hg se une a una de las dos cisteínas del sitio activo, pero en lugar de protonar el grupo saliente, la otra cisteína transfiere un protón a Asp99. Este paso permite que ambas cisteínas se coordinen con el metilmercurio. Tras la coordinación, Asp 99 protona el (CH -) saliente y produce los productos de ruptura Hg2+ y CH4.

Los operones mer han aumentado sus complementos genéticos y por tal razón su diversidad funcional ⁴⁸. Los genes que codifican transportadores alternativos son comunes en operones de evolución reciente ³³. Se ha identificado que el gen merG está presente (de 272 aislados) en 3 cepas de Pseudomona sp., y en 2 cepas aisladas del suelo, lo que sugiere la presencia de merG, solo en cepas que contengan el gen merB (33). El gen merF en Proteus mirabilis PW4c ha sido identificado como un transportador, en cambio, en Pseudomonas stutzeri 273 aislada de sedimentos de mar, merF es el gen clave para la formación de flagelos ^49,48. Hwang et al. ⁵⁰ caracterizaron la dinámica de MerF unido al Hg2+, al recibir el Hg2+ de MerP, la Cis 21 y 22 de MerF lo transfiere a Cis 71 y 72, las cuales lo transfieren a MerA en el citoplasma. MerF presenta dos pares de cisteínas universalmente conservadas, debido a su función en el transporte de Hg2+ ³⁵.

Determinantes de resistencia al cromato y sus mecanismos

El determinante de resistencia al cromato (chr), se ha detectado en varios géneros bacterianos. Adekanmbi et al. ⁴⁹ identificaron (de 40 cepas aisladas de aguas residuales de impresión) los genes chrAB en P. aeruginosa, Providencia vermicola PWAP3 y P. mirabilis PW4c corroborando la distribución de los genes chr en los plásmidos de bacterias Gram negativas. De manera similar, este mismo sistema de genes se ha identificado en los plásmidos de 40 aislados de las Enterobacteriaceae (de 109 aislados nosocomicales) y en las cepas ED9-5a y EK30A de A. lwoffii^{51 , 28}. En contraste, el gen chrA puede estar presente en plásmidos y cromosomas de Proteobacterias (Shewanella oneidensis MR- 1), Cyanobacteria, Actinobacteria y Firmicutes^52,51,53.

O. tritici 5bvl1 y Burkholderia xenovorans LB400 contienen el determinante chrBACF ubicados en el cromosoma y en un mega plásmido respectivamente ^54,55. Cupriavidus metallidurans CH34 contiene genes para la resistencia al Cr6+ en el plásmido pMOL28 y en el cromosoma ⁽⁵⁶⁾. No obstante, solamente chrB y chrA son esenciales para la resistencia al cromato ⁵⁷. Tanto en O. tritici 5bvl1 y Lysinibacillus sphaericus Ot4b.31; ChrB se induce por Cr6+, esta interacción evita que ChrB se una a la región promotora generando una desrepresión del sistema que conduce a la expresión de los genes estructurales ^54,58. En contraste, ChrB de C. metallidurans CH34 activa el sistema chr en respuesta al cromato y sulfato ⁵⁴. De manera similar, Verduzo y Julia ⁵⁹ establecen que ChrS de Bacillus subtilis 168, regula negativamente el operón chr por la unión de ChrS a la región reguladora de su propio gen, y lo regula positivamente por Cr6+ ⁵⁹.

Branco y Morais ⁶¹ establecen la importancia de los genes chrC y chrF para evitar la acumulación de especies reactivas de oxígeno (ROS) en las células sometidas a estrés por cromato; además, establecen una gran similitud entre el producto génico de chrC de la cepa 5bvl1 con la Fe-SOD (ChrC) de C. metallidurans CH34. En contraste, el producto génico de chrF de Cupriavidus neocaledonicus STM 6070 aislada de un suelo rico en níquel y el producto del gen chrI de C. metallidurans CH34 han sido identificados como represores del operón chr^62,63. Sin embargo, esto difiere de otro estudio, en el cual identifican que chrF codifica para un superóxido dismutasa (Mn-SOD) ⁶¹.

Determinantes de resistencia al cadmio y sus mecanismos

El sistema de resistencia al cadmio en las bacterias Gram positivas es el sistema cad, se ha identificado el conjunto de genes cadCA en S. aureus ATCC12600 aislado de un ambiente hospitalario, en Bacillus vietamensis 151-6 y Bacillus marisflavi 151-25 aisladas de un suelo contaminado con cadmio ^64,65,66,67. Por otro lado, en el genoma de la cepa JMAK1 de Bacillaceae aislada de la estación Concordia de la Antártica, se ha evidenciado la presencia de los genes cadA, cadC y cadD⁶⁸. El gen cadC codifica para el represor CadC que se disocia del operador/promotor de cad tras la unión de Cd2+ ⁶⁵. CadC de la cepa ATCC12600 presenta dos sitios de unión al metal ⁶⁴. Por el contrario, CadC de Listeria monocytogenes EGDe, carece del sitio de tipo II. En esta cepa, CadC es un regulador dependiente de Cd2+ para la expresión de cadAC y lspB⁶⁹.

Los genes cadXD son otro mecanismo de resistencia al cadmio y zinc; se ha identificado este sistema en S. aureus ST398-t571 aislado de una muestra nasal ⁷⁰. Del mismo modo, se ha encontrado en S. aureus y A. ferrooxidans ATCC 23270, el operón cadXB y cadAB respectivamente ^71,72. Adicionalmente, la resistencia al cadmio en P. aeruginosa BC15 aislada de aguas residuales y P. putida W619 aislada de un sitio contaminado con níquel; se logra mediante la función de dos genes vitales cadR y cadA^73,74.

CadR de P. aeruginosa BC15, reprime su propia expresión y la de cadA en ausencia de Cd2+, pero se induce en su presencia. CadR presenta 2 tipos distintos de sitios de unión a metales en el extremo C-terminal. Prabhakaran et al. ⁷⁴ establecen que los residuos de cisteína inician la expresión de CadR desde su promotor, además la curvatura en PcadR permite a la ARN polimerasa acceder al sitio completo del promotor para la transcripción. Al unirse el Cd2+ al sitio I, orienta el dominio C-terminal, cambiando el promotor de un estado represor a un estado parcialmente distorsionado. Con una mayor unión de Cd2+ al sitio II, CadR se estabiliza y se transforma en un activador estable ²³

Tynecka et al. ⁸² proponen un mecanismo llevado a cabo por CadA para extruir el Cd2+: dos Cd2+ ingresan a través del uniportador de Mn2+, la unión de Cd2+ a CadA provoca la fosforilación de la proteína por ATP, y un cambio de conformación de la cara citoplasmática al periplasma. En consecuencia, un mayor número de protones bombeados a través de la cadena respiratoria compiten con el Cd2+ externo y se unen a sitios de superficie de baja afinidad en CadA. Finalmente, los protones cotransportados hacia abajo a través del canal, extruden dos Cd2+ a través del intercambio Cd2+ / H+.

Un sistema de resistencia al Cd2+, Co2+ y Zn2+ en bacterias Gram negativas es el sistema (czc). P. putida SB32 y Pseudomonas monteilii SB35 contienen en sus plásmidos el sistema czc^65,75. En A. ferrooxidans ATCC 23270 y en Marinobacter adhaerens HP15 aislada de un entorno marino, se han encontrado los genes: czcA, czcB y czcC, además, se ha evidenciado que la bomba czcABC en la cepa HP15 es específica para zinc (^72,76,77. El sistema czcICBA es el determinante más conservado en el género Cupriavidus, por lo tanto, resulta evidente su presencia en C. metallidurans CH34 y BS1 ^78,77.

Potencial biotecnológico de los determinantes genéticos

La constante búsqueda de nuevas cepas microbianas potencialmente resistentes a iones tóxicos, ha abierto el camino hacia el descubrimiento de tecnologías innovadoras basadas en el empleo de estos microorganismos. Es así que los determinantes de resistencia poseen una gama de aplicaciones, entre estas se incluyen su uso para la construcción de biosensores y de organismos útiles para la descontaminación del medio ^79,86,83.

La Tabla 1, detalla los avances más actuales en el desarrollo de biosensores mediante el uso de genes reguladores: arsR, merR, cadC, y chrB

Tabla 1 Biosensores basados en diferentes genes de resistencia a metales pesados 

Una mayor familiaridad con el circuito regulador de los determinantes genéticos se ha aprovechado para la construcción de biosensores. Sharma et al. ⁷⁹ altera E. coli DH5α para producir luz cuando entra en contacto con iones de As3+. Fusionaron el gen arsR y el gen lux. El biosensor exhibió un rango de detección de 0,74 a 60 μg/L As3+, la luz fue emitida a los 30 minutos de exposición, obteniendo resultados confiables a las 2 h. En contraste, Huang et al. ⁸⁰ generaron un biosensor basado en color; el casete arsR-lacZ fue insertado en la cepa de E. coli DH5. Su rango de detección fue de 10 a 500 μg/L de As3+ y a las 3 h se evidenció el color azul. Este biosensor provee una señal de color confiable, y es útil para la detección rápida del As3+.

Debido a la alta toxicidad del mercurio en el agua, Roointan et al. ⁸¹ han construido un biosensor usando el gen merR de Pseudomonas sp. y la proteína de fluorescencia verde (GFP) en la cepa E. coli BL21 (DE3). Su rango de detección fue de 10^-4 y 10^-8 M a las 3 h. A concentraciones bajas la expresión de GFP es baja y a concentraciones altas la expresión de GFP se reduce. La sensibilidad y el breve tiempo de respuesta resulta ventajoso para la detección in situ de la contaminación por mercurio en agua. Según los valores estándar de mercurio en agua (0,001 mg/L), este rango de detección es consistente para su aplicación. Sin embargo, debido a la falta de merA en el biosensor, se dio una reducción de la intensidad de la fluorescencia a altas concentraciones.

Por otro lado, el gen regulador del operón cad se usó para la construcción de un biosensor microbiano en respuesta a Cd2+; E. coli BL21 (DE3) se empleó como una cepa bacteriana del sensor; el promotor/operador de cad, el gen cadC y gfp. La concentración detectable más baja del biosensor a 37 °C fue 1 mmol/L, disminuyendo a 1 μmol/L a 25 °C y 10 nmol/L a 15 °C. Una de las ventajas de este biosensor es la mejora de la sensibilidad a baja temperatura, así como la respuesta selectiva y dependiente de la dosis de Cd2+.

Paralelamente, el desarrollo de bioinformadores para la detección de cromato, se basan en la expresión de gfp bajo el control del promotor chr y el gen regulador chrB. E. coli y O. tritici fueron diseñados para emitir fluorescencia en presencia de Cr6+. El biosensor de E. coli demostró ser específico y sensible, su rango de detección fue de 0,1 µM a 50 µM y la máxima fluorescencia se alcanzó a las 5 horas. En O. tritici el rango de detección fue de 1 µM a >50 µM, en este rango se dio la saturación de la señal de fluorescencia. Los 2 biosensores resultaron ser específicos y proporcionan utilidad en campo ⁸³.

La Tabla 2 detalla los microorganismos o plantas transgénicas que expresan determinantes de resistencia.

Tabla 2 Plantas y bacterias que expresan genes de resistencia a metales 

La comprensión de los determinantes genéticos y las funciones que codifican ha facilitado la bioingeniería de células y plantas³³. Chen et al. ⁷² diseñaron genéticamente P. putida KT2440 con expresión estable de arsM-gfp. La cepa creció a concentraciones de As3+ de hasta 10 mM a diferencia de los controles, además, mostró una alta actividad de metilación y volatilización cuando se expuso a As3+ o As5+ 25 μM, después de 48 h, la mayor parte del arsénico fue metilado al ácido dimetilarsínico (DMA5+), ácido monometilarsónico (MA5+) y gas trimetilarsina (TMA5+). Esta capacidad de resistir al As3+, la hace una candidata para la remediación in situ de suelos contaminados.

Zhou et al. ⁸⁵ construyeron cepas de E. coli BL21 (DE3) que expresan el gen chrB de O. tritici 5bvl1. La expresión de chrB la realizaron intracelular y en superficie y compararon la capacidad de adsorción de Cr6+. Un nivel bajo de Cr6+ (<10 µM) en el medio, no inhibió el crecimiento de ninguna de las cepas. A concentraciones mayores a 100 µM Cr6+, las células que expresan ChrB eran más resistentes a la toxicidad que las células control. ChrB expuesto en superficie eliminó el 99,1% del Cr6+ total (concentración inicial 0,5 mM) en 2 h. La capacidad máxima de adsorción de células de E. coli BL21 que expresan chrB intracelular fue de 235 µmol/g de peso seco de Cr6+.

Xu et al. ⁸⁶ generaron plantas de A. thaliana que expresan el gen merT de Pseudomonas alcaligenes. A. thaliana mejora la formación de la raíz bajo 10 mmol/L de HgCl₂; después de 5 días de estrés los controles mostraron disminución del contenido de clorofila, en contraste con las plantas que expresan merT (18,65% y 22,43%). Se evidenció menor contenido de sustancias reactivas al ácido tiobarbitúrico (TBARS) y de ROS.

Las plantas no poseen la capacidad de desintoxicar el CH₃Hg, por tal razón, varias investigaciones se han enfocado en generar plantas que expresen el gen merB confiriéndoles la capacidad de desintoxicar por sí mismas este elemento ⁶⁰. Li et al. ⁸⁴ expresaron los genes merAB en A. thaliana, N. tabacum, O. satyva y S. lycopersicum. Demostraron que N. tabacum y A. thaliana transgénicas muestran resistencia a 10.000 µg/kg de HgCl₂ y 100 µg/kg de CH₃HgCl. El crecimiento de S. lycopersicum y O. satyva se inhibió a 4000 µg/kg de mercurio. Las plantas transgénicas redujeron 4 veces más la concentración de mercurio a diferencia de los controles. La expresión de estos genes permite la construcción de plantas útiles para procesos de fitorremediación.